實驗動物臟器取材標(biāo)準(zhǔn)流程講解實驗動物臟器取材是轉(zhuǎn)化醫(yī)學(xué)研究、藥物安全性評價、疾病機(jī)制探索等領(lǐng)域的核心技術(shù)環(huán)節(jié)。臟器樣本的質(zhì)量直接影響后續(xù)病理分析、分子檢測、功能學(xué)研究的可靠性，因此建立標(biāo)準(zhǔn)化、可重復(fù)的取材流程是保障實驗數(shù)據(jù)科學(xué)性的關(guān)鍵前提。本文結(jié)合行業(yè)規(guī)范與實踐經(jīng)驗，系統(tǒng)講解臟器取材的全流程要點，為科研工作者提供實操指引。一、實驗動物準(zhǔn)備：從篩選到預(yù)處理（一）動物選擇與飼養(yǎng)管理根據(jù)研究目標(biāo)選擇品系（如C57BL/6小鼠、SD大鼠）、周齡（如8-12周齡成年動物）、性別，確保動物來源為SPF級（無特定病原體），并在符合《實驗動物環(huán)境及設(shè)施》標(biāo)準(zhǔn)的屏障環(huán)境中飼養(yǎng)。實驗前需適應(yīng)性飼養(yǎng)至少3天，使動物適應(yīng)環(huán)境，減少應(yīng)激對臟器的影響。（二）術(shù)前預(yù)處理取材前適當(dāng)禁食（如小鼠禁食數(shù)小時、大鼠禁食十余小時，避免胃腸內(nèi)容物污染腹腔臟器），但需保證自由飲水（或短時間禁水，防止脫水影響臟器形態(tài)）。若研究涉及代謝指標(biāo)，需嚴(yán)格控制禁食禁水時間的一致性，確保組間可比性。二、麻醉與安樂死：倫理與操作的平衡實驗動物安樂死需遵循“3R原則”（減少、替代、優(yōu)化），確?？焖?、無痛、無應(yīng)激，避免因痛苦掙扎導(dǎo)致臟器充血、水腫。常見方法：小鼠/小型嚙齒類：頸椎脫臼法（需經(jīng)培訓(xùn)熟練操作，避免動物痛苦）；或過量戊巴比妥鈉腹腔注射，待角膜反射消失、呼吸停止后確認(rèn)死亡。大鼠/大型動物：過量戊巴比妥鈉腹腔注射，或二氧化碳吸入法（濃度≥70%，持續(xù)至呼吸停止）。*注意*：安樂死后需立即開始解剖，避免組織自溶（尤其肝、腎等代謝活躍臟器，自溶速度快）。三、解剖前準(zhǔn)備：無菌與操作環(huán)境控制（一）操作臺與器械準(zhǔn)備操作臺：用75%酒精或含氯消毒劑擦拭，鋪無菌手術(shù)巾，營造清潔操作區(qū)。器械：手術(shù)刀、眼科剪、鑷子等需經(jīng)高溫高壓滅菌（121℃，30分鐘）或浸泡于75%酒精中備用，避免交叉污染。（二）動物固定與消毒將動物仰臥固定于解剖板，四肢伸展（可用大頭針固定）。腹部（或胸部，依臟器位置）備皮（剪毛）后，用碘伏消毒皮膚，75%酒精脫碘，形成無菌操作區(qū)域。四、臟器定位與取材：精準(zhǔn)操作與完整性保護(hù)不同臟器的解剖位置、毗鄰結(jié)構(gòu)不同，取材需結(jié)合解剖學(xué)特點，避免損傷、擠壓或污染：（一）肝臟取材解剖：沿腹中線剪開腹壁，暴露腹腔。肝臟呈紅褐色，分多葉（小鼠肝葉較薄，大鼠肝葉寬厚）。操作：用鑷子輕輕提起肝左葉（或目標(biāo)肝葉），眼科剪剪斷肝蒂（門靜脈、肝動脈、膽管匯合處），快速完整取出肝臟。若需多葉取材，可分別剪斷各葉肝蒂，避免拉扯導(dǎo)致肝組織撕裂。處理：放入預(yù)冷（4℃）的生理鹽水中，輕輕晃動沖洗血污，濾紙吸干表面液體（避免用力擦拭損傷組織）。（二）腎臟取材解剖：腹腔內(nèi)找到雙側(cè)腎臟（脊柱兩側(cè)，被腎周脂肪包裹），用鑷子分離脂肪囊，暴露腎動靜脈、輸尿管。操作：剪斷腎動脈（近主動脈端）、腎靜脈（近下腔靜脈端）及輸尿管（近膀胱端），完整取出腎臟，去除表面脂肪（保留被膜或去除依實驗需求）。處理：同肝臟，生理鹽水沖洗后，可沿冠狀面切開（觀察皮質(zhì)/髓質(zhì)）或整體保存。（三）心臟取材解剖：剪開胸腔（沿胸骨正中線至劍突，向兩側(cè)分離肋骨），暴露心臟（被心包膜包裹）。操作：用止血鉗夾住主動脈近心端，剪斷腔靜脈（上、下）和肺動脈，快速取出心臟，放入預(yù)冷生理鹽水中，輕輕擠壓排出心腔內(nèi)殘留血液（避免心室收縮導(dǎo)致組織變形）。（四）肺臟取材解剖：剪開胸腔后，分離肺與胸壁的粘連（若有），暴露肺葉（左、右肺葉形態(tài)不同，需熟悉解剖結(jié)構(gòu)）。操作：剪斷主支氣管、肺動靜脈，完整取出肺臟。若需病理切片，可通過主支氣管注入4%多聚甲醛（壓力適中，使肺膨脹至自然狀態(tài)），避免過度膨脹導(dǎo)致肺泡破裂。（五）腦取材解剖：快速斷頭（用鋒利剪刀或斷頭器），取出全腦，放入冰?。?-4℃）的生理鹽水中，剝離腦膜（蛛網(wǎng)膜、硬腦膜）。操作：根據(jù)實驗需求（如海馬、皮層研究），沿冠狀面或矢狀面切分腦塊，或整體固定（需注意腦體積大，固定液需充分滲透，可在固定前輕輕刺穿腦實質(zhì)，加速固定）。五、臟器處理與保存：根據(jù)實驗需求選擇策略（一）新鮮組織保存若需提取RNA、蛋白或進(jìn)行細(xì)胞培養(yǎng)，需超快速凍存：將臟器切成1cm3左右的小塊（避免過大導(dǎo)致凍存不均），放入液氮中速凍（數(shù)分鐘），后轉(zhuǎn)移至-80℃冰箱長期保存。凍存管需標(biāo)記清晰（動物編號、臟器名稱、取材時間、實驗分組）。（二）固定組織保存若需病理切片、免疫組化，需用固定液處理：常用固定液：4%多聚甲醛（中性，適合形態(tài)學(xué)）、10%中性福爾馬林（經(jīng)典病理固定）。操作：將臟器塊（厚度≤5mm，確保固定液滲透）放入固定液中，固定液體積為組織的10倍以上。固定時間：肝臟、腎臟24-48小時，腦、心臟48-72小時（根據(jù)組織密度調(diào)整）。固定后可轉(zhuǎn)移至70%酒精中，長期保存于4℃冰箱。六、廢棄物處理：生物安全與合規(guī)性動物尸體：放入專用生物廢棄物袋，經(jīng)高壓滅菌（121℃，30分鐘）后，按醫(yī)療廢棄物處理（焚燒或深埋，需符合《醫(yī)療廢物管理條例》）。污染器械：用含氯消毒劑浸泡30分鐘，后高溫滅菌，晾干備用。廢液：含麻醉劑、固定液的廢液需收集于專用容器，經(jīng)中和、降解處理后排放（或交由專業(yè)機(jī)構(gòu)處理）。七、注意事項與質(zhì)量控制（一）操作規(guī)范性無菌操作：細(xì)胞實驗、微生物研究需在超凈臺內(nèi)操作，器械、耗材嚴(yán)格滅菌。避免擠壓：用鑷子夾取臟器邊緣（非功能區(qū)），避免直接擠壓實質(zhì)組織，導(dǎo)致細(xì)胞形態(tài)改變。時間控制：從安樂死到臟器取材完成，建議≤10分鐘（尤其肝、腎、腦等易自溶組織）。（二）記錄完整性詳細(xì)記錄：動物品系/周齡/性別、取材時間、臟器外觀（顏色、質(zhì)地、有無病變）、處理方式（凍存/固定、切片位置），并拍照留存（如臟器大體標(biāo)本），便于后續(xù)數(shù)據(jù)分析與溯源。（三）質(zhì)量驗證樣本完整性：取材后檢查臟器是否完整（如心臟是否有破裂、肝臟是否有撕裂），固定后觀察組織形態(tài)是否正常。重復(fù)一致性：同一批次實驗由2人分別取材，對比樣本質(zhì)量（如重量、形態(tài)），確保操作可重復(fù)。結(jié)語實驗動物臟器取材是“從動物到數(shù)據(jù)”的關(guān)鍵一環(huán)